داء المبيضات الفموي في عصر التشخيص الدقيق: مراجعة نقدية للتشخيص التقليدي والجزيئي، وحساسية مضادات الفطريات، واتخاذ القرار العلاجي
الكلمات المفتاحية:
داء المبيضات الفموي، التشخيص الدقيق، الفحص المجهري، الحساسية لمضادات الفطريات، المقاومة، ترشيد التشخيصالملخص
يُشخَّص داء المبيضات الفموي عادةً بالاعتماد على الفحص السريري، إلا أن النوع نفسه من فطر Candida يمكن عزله أيضًا من الأفواه السليمة. لذلك، يجب أن يتمكن التشخيص الدقيق من التمييز بين حمل الفطر والاستعمار الفموي وبين المرض المخاطي النشط، واختيار العينة التشريحية المناسبة، وتحديد النوع الفطري فقط عندما يكون لذلك أثر سريري مهم، وتفسير حساسية مضادات الفطريات في سياق التعرض السابق للعلاج، والأغشية الحيوية، وعوامل المضيف.
المنهجية: أُجريت مراجعة نقدية منظمة حتى 22 يوليو 2026. وأُعطيت الأولوية للدراسات الأصلية المفهرسة في PubMed، ودراسات الدقة التشخيصية المتعلقة بالعدوى الفموية، والتجارب العلاجية العشوائية، والوثائق والإرشادات الصادرة عن الجهات المرجعية مثل منظمة الصحة العالمية (WHO)، والمعاهد الوطنية للصحة (NIH)، وجمعية الأمراض المعدية الأمريكية (IDSA)، ومعهد المعايير السريرية والمخبرية (CLSI)، واللجنة الأوروبية لاختبار الحساسية لمضادات الميكروبات (EUCAST). وجمعت عمليات البحث بين داء المبيضات الفموي أو الفموي البلعومي وبين موضوعات الفحص المجهري، والحمل الفطري، والزراعة، وتقنية MALDI-TOF MS، وتفاعل البوليميراز المتسلسل PCR، وتسلسل الحمض النووي، والأيضيات، وأجهزة الاستشعار الحيوية، واختبارات الحساسية، والتركيز المثبط الأدنى MIC، والمقاومة، والنكس، والعلاج. كما أُبقي على الدراسات الأساسية المنشورة قبل عام 2000 عندما كانت قد أسهمت في تحديد فعالية العلاج. ونظرًا لعدم التجانس في تعريفات الحالات، والعينات المستخدمة، والمعايير المرجعية، ونقاط النهاية، فقد عُرضت النتائج الرقمية باعتبارها مؤشرات خاصة بكل دراسة وليست تقديرات مجمعة.
النتائج: يظل نمط الآفة والسياق السريري وعوامل الخطورة البوابة الأساسية للتشخيص. ويضيف الفحص المجهري المباشر دليلًا على النشاط الفطري، في حين تتيح الزراعة استعادة الفطر، والتعرف على الأنواع المختلطة، وتحديد النوع، وإجراء اختبار الحساسية، لكنها لا تُعد بمفردها دليلًا قاطعًا على وجود العدوى. وفي دراسة شملت 124 حالة مشتبهًا بها، تفوق التلوين الفلوري على هيدروكسيد البوتاسيوم KOH بتركيز 10% من حيث الحساسية (85.48% مقابل 64.52%) والنوعية (91.94% مقابل 72.58%) والمساحة تحت المنحنى AUC (0.887 مقابل 0.685).
وأدى غسل الفم المركز إلى زيادة معدل استرداد فطر Candida مقارنةً بأخذ العينات بواسطة المسحة، إلا أن الأحمال الفطرية المرتفعة يمكن أن توجد أيضًا لدى حاملي الفطر الذين لا تظهر عليهم أعراض. وتستطيع تقنية MALDI-TOF MS تحديد العزلات المزروعة بدقة عندما تكون قواعد البيانات وعمليات استخلاص العينات مناسبة. كما يزيد qPCR من الحساسية التحليلية، إلا أنه قد يكشف عن DNA لفطريات غير حية أو عن استعمار فطري غير مصحوب بأعراض سريرية.
وتُعد دراسات الميكروبيوم الفموي، والأيضيات، والأنظمة الميكروفلويدية، وأجهزة الاستشعار الحيوية القائمة على الورق واعدة، إلا أن الأدلة المتاحة بشأنها لا تزال في مرحلة الاكتشاف أو النماذج الأولية. ويُعد اختبار التخفيف الدقيق في المرق (Broth Microdilution) وفق المعايير الموحدة لـ CLSI أو EUCAST مناسبًا في حالات مختارة، ولا سيما حالات العدوى المقاومة للعلاج، أو المتكررة، أو عالية الخطورة، أو الناجمة عن أنواع غير Candida albicans.
وتُعد نقاط القطع الحالية التي تعتمدها EUCAST خاصة بطريقة الاختبار وبالنوع الفطري؛ كما أن الكاسبوفنجين (Caspofungin) لا يمتلك نقاط قطع مباشرة معتمدة من EUCAST، ولا يوفر كل من CLSI وEUCAST نقاط قطع سريرية موثقة للـ نيستاتين (Nystatin). كما أن تحمل الأغشية الحيوية الفموية لمضادات الفطريات والتعرض الدوائي داخل الأغشية المخاطية لا يمكن تقييمهما بصورة كافية اعتمادًا على MIC للفطريات في الحالة الحرة (planktonic) وحده.
وتدعم التجارب العشوائية استخدام الفلوكونازول (Fluconazole) في الحالات المتوسطة إلى الشديدة، كما تدعم استخدام أنظمة العلاج الموضعية المريحة في بعض الحالات الموضعية المحدودة. إلا أن النكس يعتمد بدرجة كبيرة على الحالة المناعية للمريض واستمرار وجود خزانات فطرية غير معالجة.
الاستنتاجات: ينبغي تنظيم علم الفطريات الفموي الدقيق باعتباره نظامًا لاتخاذ القرار متعدد الطبقات يبدأ بـ النمط السريري، ثم الدليل الفطري المرتبط بالآفة، ثم تحديد النوع الفطري، ثم إجراء اختبار الحساسية بصورة انتقائية، وأخيرًا اختيار العلاج بما يتناسب مع شدة المرض، وحالة المضيف، والتعرض السابق لمضادات الفطريات، والخزانات الفطرية الموضعية.
وينبغي أن تركز الجيل القادم من الاختبارات التشخيصية على قياس النشاط الإمراضي للفطر، وليس مجرد إثبات وجوده، وأن تُثبت قدرتها على تحقيق فائدة سريرية إضافية تتجاوز ما يمكن تحقيقه من خلال الفحص السريري المحسن، والفحص المجهري، والزراعة التقليدية.
المراجع
World Health Organization. WHO fungal priority pathogens list to guide research, development and public health action. Geneva: WHO; 2022. https://www.who.int/publications/i/item/9789240060241
World Health Organization. Candidiasis (yeast infection): fact sheet. Updated 9 April 2025. https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/candidiasis-(yeast-infection)
World Health Organization. WHO issues its first-ever reports on tests and treatments for fungal infections. 1 April 2025. https://www.who.int/news/item/01-04-2025-who-issues-its-first-ever-reports-on-tests-and-treatments-for-fungal-infections
Pappas PG, Kauffman CA, Andes DR, et al. Clinical practice guideline for the management of candidiasis: 2016 update by the Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis. 2016;62:e1–e50. doi:10.1093/cid/civ933.
National Institutes of Health. Candidiasis (mucocutaneous): guidelines for prevention and treatment of opportunistic infections in adults and adolescents with HIV. Updated 2024; accessed 22 July 2026. https://clinicalinfo.hiv.gov/en/guidelines/hiv-clinical-guidelines-adult-and-adolescent-opportunistic-infections/candidiasis
European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing. Breakpoint tables for interpretation of MICs for antifungal agents, version 12.1. Valid from 10 April 2026. https://www.eucast.org/fileadmin/eucast/pdf/AFST/clinical_breakpoints/AFST_BP_v12.1.pdf
Arendrup MC, Meletiadis J, Mouton JW, Lagrou K, Hamal P, Guinea J. EUCAST definitive document E.Def 7.4: method for determination of broth dilution MICs of antifungal agents for yeasts. EUCAST; 2023.
Clinical and Laboratory Standards Institute. M27M44S: Performance standards for antifungal susceptibility testing of yeasts. 3rd ed. Wayne, PA: CLSI; 2022.
Clinical and Laboratory Standards Institute. M57S: Epidemiological cutoff values for antifungal susceptibility testing. 4th ed. Wayne, PA: CLSI; 2022.
Schelenz S, Barnes RA, Barton RC, et al. British Society for Medical Mycology best practice recommendations for the diagnosis of serious fungal diseases. Lancet Infect Dis. 2015;15:461–474. doi:10.1016/S1473-3099(15)70006-X.
Hellstein JW, Marek CL. Candidiasis: red and white manifestations in the oral cavity. Head Neck Pathol. 2019;13:25–32. doi:10.1007/s12105-019-01004-6.
Coronado-Castellote L, Jiménez-Soriano Y. Clinical and microbiological diagnosis of oral candidiasis. J Clin Exp Dent. 2013;5:e279–e286. doi:10.4317/jced.51242.
White PL, Williams DW, Kuriyama T, Samad SA, Lewis MAO, Barnes RA. Detection of Candida in concentrated oral rinse cultures by real-time PCR. J Clin Microbiol. 2004;42:2101–2107. doi:10.1128/JCM.42.5.2101-2107.2004.
Ueta E, Tanida T, Doi S, Osaki T. Candida concentrations determined following concentrated oral rinse culture reflect clinical oral signs. BMC Oral Health. 2015;15:150. doi:10.1186/s12903-015-0138-z.
Zhang QQ, Liu ZH, Zhang W, et al. Application of fungal fluorescent staining in oral candidiasis: diagnostic analysis of 228 specimens. BMC Microbiol. 2019;19:96. doi:10.1186/s12866-019-1467-x.
Hu L, Zhou P, Zhao W, Hua H, Yan Z. Fluorescence staining vs. routine KOH smear for rapid diagnosis of oral candidiasis—a diagnostic test. Oral Dis. 2020;26:941–947. doi:10.1111/odi.13293.
Liguori G, Di Onofrio V, Lucariello A, et al. Oral candidiasis: a comparison between conventional methods and multiplex polymerase chain reaction for species identification. Oral Microbiol Immunol. 2009;24:76–78. doi:10.1111/j.1399-302X.2008.00447.x.
Willinger B, Manafi M. Evaluation of CHROMagar Candida for rapid screening of clinical specimens for Candida species. Mycoses. 1999;42:61–65. doi:10.1046/j.1439-0507.1999.00406.x.
Sahand IH, Moragues MD, Eraso E, et al. Evaluation of CHROM-Pal medium for isolation and direct identification of Candida dubliniensis in primary cultures from the oral cavity. J Med Microbiol. 2009;58:1437–1442. doi:10.1099/jmm.0.011320-0.
Aslani N, Janbabaei G, Abastabar M, et al. Identification of uncommon oral yeasts from cancer patients by MALDI-TOF mass spectrometry. BMC Infect Dis. 2018;18:24. doi:10.1186/s12879-017-2916-5.
Sow D, Fall B, Ndiaye M, et al. Usefulness of MALDI-TOF mass spectrometry for routine identification of Candida species in a resource-poor setting. Mycopathologia. 2015;180:173–179. doi:10.1007/s11046-015-9895-0.
Lu JJ, Lee SY, Chen BH, et al. The use of MALDI-TOF mass spectrometry to analyze commensal oral yeasts in nursing-home residents. Microorganisms. 2021;9:142. doi:10.3390/microorganisms9010142.
Karajacob AS, Azizan N, Wan Harun WHA, et al. Candida species and oral mycobiota of patients clinically diagnosed with oral thrush. PLoS One. 2023;18:e0284043. doi:10.1371/journal.pone.0284043.
Liang YX, Wang YK, Meng WJ, et al. Microfluidic electrochemical integrated sensor for efficient and sensitive detection of Candida albicans. Anal Chem. 2024;96:10013–10020. doi:10.1021/acs.analchem.4c01419.
Suaifan GARY, Shehadeh MB, Darwish R, et al. Magnetic nanobead paper-based biosensors for colorimetric detection of Candida albicans. ACS Omega. 2024;9. doi:10.1021/acsomega.4c05941.
Azizan N, Al-Maleki AR, Karajacob AS, et al. Oral microbiome profiling of primary oral candidiasis during infection and post-antifungal therapy. Clin Oral Investig. 2026;30:179. doi:10.1007/s00784-026-06827-6.
Azizan N, Al-Maleki AR, Rofiee MS, et al. Metabolomic profiling reveals alterations in Candida pathophysiology and host interactions during primary oral candidiasis and following antifungal treatment. Sci Rep. 2026;16:1089. doi:10.1038/s41598-025-29629-4.
Alkhars N, Gaca A, Zeng Y, et al. Antifungal susceptibility of oral Candida isolates from mother-infant dyads to nystatin, fluconazole, and caspofungin. J Fungi. 2023;9:580. doi:10.3390/jof9050580.
Haghani I, et al. Species distribution and antifungal susceptibility patterns of oral Candida colonization and infection in β-thalassemia major patients. BMC Oral Health. 2026;26:1198. doi:10.1186/s12903-026-08039-6.
Erfaninejad M, et al. Characteristics of Candida albicans derived from HIV-positive individuals with oral candidiasis: genotyping, phenotypic variation, antifungal susceptibility, and biofilm formation. J Clin Lab Anal. 2024;38:e25103. doi:10.1002/jcla.25103.
Musinguzi B, Turyamuhika L, Mwesigwa A, et al. Distribution and antifungal susceptibility profile of oropharyngeal Candida species isolated from people living with HIV in Uganda. Ther Adv Infect Dis. 2024;11. doi:10.1177/20499361241255261.
McManus BA, McGovern E, Moran GP, et al. Microbiological screening of Irish patients with autoimmune polyendocrinopathy-candidiasis-ectodermal dystrophy reveals persistence of Candida albicans strains and gradual reduction in azole susceptibility. J Clin Microbiol. 2011;49:2665–2674. doi:10.1128/JCM.00026-11.
Cowen LE, Sanglard D, Howard SJ, Rogers PD, Perlin DS. Mechanisms of antifungal drug resistance. Cold Spring Harb Perspect Med. 2015;5:a019752. doi:10.1101/cshperspect.a019752.
Popp C, Ramírez-Zavala B, Schwanfelder S, Krüger I, Morschhäuser J. Evolution of fluconazole-resistant Candida albicans strains by drug-induced mating competence and parasexual recombination. mBio. 2019;10:e02740-18. doi:10.1128/mBio.02740-18.
Pons V, Greenspan D, Lozada-Nur F, et al. Oropharyngeal candidiasis in patients with AIDS: randomized comparison of fluconazole versus nystatin oral suspensions. Clin Infect Dis. 1997;24:1204–1207. doi:10.1086/513664.
Flynn PM, Cunningham CK, Kerkering T, et al. Oropharyngeal candidiasis in immunocompromised children: fluconazole suspension versus nystatin. J Pediatr. 1995;127:322–328. doi:10.1016/S0022-3476(95)70321-7.
Vazquez JA, Patton LL, Epstein JB, et al. Randomized double-blind trial of miconazole buccal tablet and clotrimazole troches for oropharyngeal candidiasis. HIV Clin Trials. 2010;11:186–196. doi:10.1310/hct1104-186.
Wang Y, Zhou H, Wang W, et al. Efficacy and safety of miconazole muco-adhesive tablet versus itraconazole in oropharyngeal candidiasis: a randomized phase 3 trial. Med Mycol. 2022;60:myac076. doi:10.1093/mmy/myac076.
Hamza OJM, Matee MIN, Brüggemann RJM, et al. Single-dose fluconazole versus standard 2-week therapy for oropharyngeal candidiasis in HIV-infected patients. Clin Infect Dis. 2008;47:1270–1276. doi:10.1086/592578.
Vazquez JA, Skiest DJ, Nieto L, et al. A multicenter randomized trial evaluating posaconazole versus fluconazole for oropharyngeal candidiasis in subjects with HIV/AIDS. Clin Infect Dis. 2006;42:1179–1186. doi:10.1086/501457.
Skiest DJ, Vazquez JA, Anstead GM, et al. Posaconazole for azole-refractory oropharyngeal and esophageal candidiasis in subjects with HIV infection. Clin Infect Dis. 2007;44:607–614. doi:10.1086/511039.
Graybill JR, Vazquez J, Darouiche RO, et al. Randomized trial of itraconazole oral solution for oropharyngeal candidiasis in HIV/AIDS patients. Am J Med. 1998;104:33–39. doi:10.1016/S0002-9343(97)00263-0.
Moyes DL, Wilson D, Richardson JP, et al. Candidalysin is a fungal peptide toxin critical for mucosal infection. Nature. 2016;532:64–68. doi:10.1038/nature17625.
Russell CM, Schaefer KG, Dixson A, et al. Candidalysin polymerizes in solution to form membrane pores and damage epithelial cells. eLife. 2022;11:e75490. doi:10.7554/eLife.75490.
Conti HR, Shen F, Nayyar N, et al. Th17 cells and IL-17 receptor signaling are essential for mucosal host defense against oral candidiasis. J Exp Med. 2009;206:299–311. doi:10.1084/jem.20081463.
Kidd SE, Abdolrasouli A, Hagen F. Fungal nomenclature: managing change is the name of the game. Open Forum Infect Dis. 2023;10:ofac559. doi:10.1093/ofid/ofac559.
Patel M. Oral cavity and Candida albicans: colonisation to the development of infection. Pathogens. 2022;11:335. doi:10.3390/pathogens11030335.
Park YJ, et al. Taste dysfunction in oral candidiasis: impact of Candida carriage and hyphal presence. Mycoses. 2026;69:e70145. doi:10.1111/myc.70145.
.
